배경

레프토스피라속 세균은 사람과 가축에서 렙토스피라증을 일으키는 병원체다. 다양한 동물의 신장에 정착한 뒤 소변으로 배출돼 환경을 오염시키지만, 병원성과 숙주 적응을 좌우하는 유전자는 충분히 규명되지 않았다. 유전자 기능을 직접 확인할 돌연변이주 제작이 까다로웠기 때문이다.

일반적인 세균 유전체 편집에서는 Cas9이 표적 DNA의 두 가닥을 절단하고, 세포의 복구 과정에서 유전자 결손을 유도한다. 그러나 대부분의 레프토스피라는 이중가닥 절단(double-strand break·DSB)을 제대로 복구하지 못한다. Cas9이 표적을 정확히 자르더라도 편집 세포가 살아남지 못해 녹아웃 균주를 회수하기 어려웠다. 촉매 활성을 제거한 Cas9으로 전사를 억제하는 CRISPR 간섭법은 유전자 발현을 낮출 수 있으나, 염기서열 자체를 영구적으로 바꾸는 방식은 아니다.

연구진은 이 한계를 서로 다른 원리로 보완하는 CRISPR/Cas9-비상동 말단 연결(NHEJ)과 CRISPR 프라임 편집(prime editing·PE) 체계를 구축했다. 전자는 DSB를 만든 뒤 복구 능력을 외부에서 보충하고, 후자는 치명적인 DSB 자체를 피한다.

핵심 발견

CRISPR/Cas9-NHEJ 체계에서는 Cas9과 가이드 RNA에 더해 Mycobacterium smegmatis 유래 DNA 복구 단백질 LigD와 Ku를 함께 발현시켰다. Ku가 절단된 DNA 말단을 붙잡고 LigD가 이를 연결하면서 레프토스피라에 부족한 NHEJ 기능을 제공한다. 이 복구는 정확도가 낮아 표적 부위에 삽입·결실(indel)을 남기며, 그 결과 유전자 판독틀을 깨뜨리는 녹아웃 돌연변이를 만들 수 있다.

PE는 절단과 복구의 위험을 줄이면서 정밀도를 높인 접근이다. 연구진은 DNA 한 가닥만 자르는 Cas9 니케이스에 역전사효소를 융합했다. 편집 정보를 담은 프라임편집 가이드 RNA가 표적을 지정하면, 역전사효소가 원하는 서열을 새 DNA에 기록한다. 두 가닥을 동시에 끊지 않으므로 DSB에 취약한 레프토스피라에서도 세포 생존을 보전할 여지가 생긴다.

두 체계의 역할은 뚜렷이 구분된다. Cas9-NHEJ는 오류가 잦은 복구를 이용해 다양한 indel을 빠르게 확보하는 데 알맞다. 반대로 PE는 단일염기 수준의 치환처럼 결과를 미리 설계해야 하는 실험에 적합하다. 무작위 돌연변이 선별이나 일시적 발현 억제에 의존했던 기존 연구와 달리, 연구 목적에 맞춰 유전자 파괴와 정밀 교정을 선택할 수 있는 도구상자가 마련된 셈이다.

의미와 전망

새 편집 체계는 레프토스피라의 병원성 인자, 대사 경로, 환경 생존 및 숙주 정착 유전자를 인과적으로 검증할 기반을 넓힌다. 유전자를 완전히 제거한 균주와 특정 염기만 바꾼 균주를 비교하면 단백질 소실 효과와 개별 아미노산 변화의 영향을 분리해 분석할 수 있다. 여러 종과 혈청형 사이의 유전자 기능 차이를 연구하는 데도 활용 가능성이 있다.

백신 개발에서는 병원성 유전자를 제거한 약독화 생백신 후보나 항원 생산성이 조정된 균주 제작에 응용할 여지가 있다. 다만 현재 제시된 성과는 편집 원리와 도구 확장에 초점이 맞춰져 있다. 표적별 편집 효율, 비표적 변이, 균주에 따른 플라스미드 전달 및 발현 차이는 추가 검증 대상이다. NHEJ가 만드는 indel은 결과가 일정하지 않아 후보 균주의 염기서열을 개별 확인해야 하며, PE도 표적 주변 서열과 가이드 설계에 따라 성능이 달라질 수 있다. 동물 감염 모델에서 편집 균주의 유전적 안정성과 병원성 변화까지 확인해야 실제 활용 범위를 판단할 수 있다.